Новые мицеллярные полимеры как полифункциональные модификаторы электрофоретических систем

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Синтезированы новые модификаторы электрофоретических систем – катионные полиэлектролиты с мицеллярными свойствами поли-11-акрилоилоксиундецил-N-метилпиперидиний бромид (pAUMP-Br), поли-11-акрилоилоксиундецилпиридиний бромид, поли-11-акрилоилоксиундецил-1,4-диазобицикло[2.2.2]октан-1-ий бромид и хиральный сополимер на основе ацилированного хинина и N-(11-акрилоилоксиундецил)-N-метилпиперидиний бромида (pAUMP-AQin). Изучены электрофоретические возможности этих полимеров при разделении модельных смесей биологически активных веществ: стероидных гормонов, биогенных аминов и аминокислот в режимах мицеллярной электрокинетической хроматографии и капиллярной электрохроматографии. Установлено, что новые полиэлектролиты являются полифункциональными модификаторами стенок кварцевого капилляра и фонового электролита и позволяют реализовать различные режимы электрофоретического разделения биологически активных веществ, косвенное детектирование при наличии хромофорной группы в составе полимера, генерацию анодного электроосмотического потока, регулирование эффективности и селективности разделения аналитов. На кварцевом капилляре, модифицированном pAUMP-Br, выполнен стэкинг с усилением поля, обеспечивший концентрирование биогенных аминов в 15 раз и снизивший пределы обнаружения. Выявлено, что сополимер с хиральной меткой pAUMP-AQin способствует разделению энантиомеров триптофана.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Адамова

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: st117588@student.spbu.ru
Россия, Санкт-Петербург

Д. А. Потапенко

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: st117588@student.spbu.ru
Россия, Санкт-Петербург

П. А. Фетин

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: st117588@student.spbu.ru
Россия, Санкт-Петербург

Л. А. Карцова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: st117588@student.spbu.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Wang M., Gong Q., Liu W., Tan S., Xiao J., Chen C. Applications of capillary electrophoresis in the fields of environmental, pharmaceutical, clinical, and food analysis (2019–2021) // J. Sep. Sci. 2022. V. 45. № 11. P. 1918.
  2. Kolobova E., Kartsova L., Kravchenko A., Bessonova E. Imidazolium ionic liquids as dynamic and covalent modifiers of electrophoretic systems for determination of catecholamines // Talanta. 2018. V. 188. P. 183.
  3. Kravchenko A., Kolobova E., Kartsova L. Multifunction covalent coatings for separation of amino acids, biogenic amines, steroid hormones, and ketoprofen enantiomers by capillary electrophoresis and capillary electrochromatography // Sep. Sci. Plus. 2020. V. 3. № 4. P. 102.
  4. Карцова Л.А., Макеева Д.В., Бессонова Е.А. Современное состояние метода капиллярного электрофореза // Журн. аналит. химии. 2020. Т. 75. № 12. С. 1497. (Kartsova L.A., Makeeva D.V., Bessonova E.A. Current status of capillary electrophoresis // J. Anal. Chem. 2020. V. 75. № 12. P. 1497.)
  5. Li Y., Miao S., Tan J., Zhan, Q., Chen D.D.Y. Capillary electrophoresis: A three-year literature review // Anal. Chem. 2024. V. 96. № 20. P. 7799.
  6. Corradini D. Buffering agents and additives for the background electrolyte solutions used for peptide and protein capillary zone electrophoresis // TrAC, Trends Anal. Chem. 2023. V. 164. Article 117080.
  7. Ali I., Suhail M., Locatelli M., Ali S., Y. Aboul-Enein H. Role of ionic liquids in capillary electrophoresis // Analytica. 2022. V. 3. № 2. P. 236.
  8. Zhang Q., Xue S., Li A., Ren S. Functional materials in chiral capillary electrophoresis // Coord. Chem. Rev. 2021. V. 445. Article 214108.
  9. Konášová R., Butnariu M., Šolínová V., Kašička V., Koval D. Covalent cationic copolymer coatings allowing tunable electroosmotic flow for optimization of capillary electrophoretic separations // Anal. Chim. Acta. 2021. V. 1178. Article 338789.
  10. Šolínová V., Tůma P., Butnariu M., Kašička V., Koval D. Covalent anionic copolymer coatings with tunable electroosmotic flow for optimization of capillary electrophoretic separations // Electrophoresis. 2022. V. 43. № 20. P. 1953.
  11. Dzema D., Kartsova L., Kapizova D., Appelhans D. New approach to the formation of physically adsorbed capillary coatings consisting of hyperbranched poly (ethylene imine) with a maltose shell to enhance the separation of catecholamines and proteins in CE // Chromatographia. 2017. V. 80. P. 1683.
  12. Поликарпова Д.А., Макеева Д.В., Карцова Л.А., Даванков В.А., Павлова Л.А. Поли-4-винилпиридиниевые наногубки в качестве модификаторов электрофоретических систем для разделения заряженных аналитов // Аналитика и контроль. 2019. T. 23. № 3. С. 343.
  13. Wang B., Ni X., Yu M., Cao Y. Polymeric micelle as the pseudostationary phase in electrokinetic chromatography // J. Chromatogr. A. 2012. V. 1245. P. 190.
  14. Roca S., Dhellemmes L., Leclercq L., Cottet H. Polyelectrolyte multilayers in capillary electrophoresis // ChemPlusChem. 2022. V. 87. № 4. Article e202200028.
  15. Qi L., Qiao J. Advances in stimuli-responsive polymeric coatings for open-tubular capillary electrochromatography // J. Chromatogr. A. 2022. V. 1670. Article 462957.
  16. Horvath J., Dolník V. Polymer wall coatings for capillary electrophoresis // Electrophoresis. 2001. V. 22. № 4. P. 644.
  17. Xu S., Wang Y., Li W., Ji Y. Covalent organic framework incorporated chiral polymer monoliths for capillary electrochromatography // J. Chromatogr. A. 2019. V. 1602. P. 481.
  18. Wu J., Xiao X., Li Z., Jia L. Enantioseparation of chiral β-blockers using polynorepinephrine-coated nanoparticles and chiral capillary electrophoresis // Anal. Bioanal. Chem. 2019. V. 411. P. 2121.
  19. Makeeva D., Morgacheva V., Kolobova E., Solovyeva E., Kartsova L. Multilayer coatings based on gold nanoparticles and polymers with bovine serum albumin as a functional layer for the chiral separation in capillary electrochromatography // J. Sep. Sci. 2024. V. 47. № 2. Article 2300864.
  20. Catai J.R., Toraño J.S., de Jong G.J., Somsen G.W. Efficient and highly reproducible capillary electrophoresis–mass spectrometry of peptides using Polybrene – poly (vinyl sulfonate) – coated capillaries // Electrophoresis. 2006. V. 27. № 11. P. 2091.
  21. Maráková K., Opetová M., Tomašovský R. Capillary electrophoresis-mass spectrometry for intact protein analysis: Pharmaceutical and biomedical applications (2018–March 2023) // J. Sep. Sci. 2023. V. 46. № 15. Article 2300244.
  22. Карцова Л.А., Кравченко А.В., Колобова Е.А. Ковалентные покрытия кварцевых капилляров для электрофоретического определения биологически активных аналитов // Журн. аналит. химии. 2019. Т. 74. № 8. С. 563. (Kartsova L.A., Kravchenko A.V., Kolobova E.A. Covalent coatings of quartz capillaries for the electrophoretic determination of biologically active analytes // J. Anal. Chem. 2019. V. 74. № 8. P. 563.)
  23. Hajba L., Guttman A. Recent advances in column coatings for capillary electrophoresis of proteins // TrAC, Trends Anal. Chem. 2017. V. 90. P. 38.
  24. Znaleziona J., Petr J., Knob R., Maier V., Ševčík J. Dynamic coating agents in CE // Chromatographia. 2008. V. 67. P. 5.
  25. Malburet C., Leclercq L., Cotte J.F., Thiebaud J., Cottet H. Separation of three strains of polio virus by capillary zone electrophoresis and study of their interaction with aluminum oxyhydroxide // J. Chromatogr. A. 2022. V. 1667. Article 462838.
  26. Liu Q., Lin F., Hartwick R.A. Poly (diallyldimethylammonium chloride) as a cationic coating for capillary electrophoresis // J. Chromatogr. Sci. 1997. V. 35. № 3. P. 126.
  27. Hamidli N., Pajaziti B., Andrási M., Nagy C., Gáspár A. Determination of human insulin and its six therapeutic analogues by capillary electrophoresis-mass spectrometry // J. Chromatogr. A. 2022. V. 1678. Article 463351.
  28. Salzer L., Stolz A., Dhellemmes L., Höchsmann A., Leclercq L., Cottet H., Neusüß C. Successive multiple ionic-polymer layer coatings for intact protein analysis by capillary zone electrophoresis–mass spectrometry: Application to hemoglobin analysis / Capillary Electrophoresis-Mass Spectrometry: Methods and Protocols. Methods in Molecular Biology. V. 2531. New York, NY: Humana, 2022. P. 69.
  29. Cordova E., Gao J., Whitesides G.M. Noncovalent polycationic coatings for capillaries in capillary electrophoresis of proteins // Anal. Chem. 1997. V. 69. № 7. P. 1370.
  30. Gao T., Li X., Jia Z., Hendrickx F., Falmagne J.B., Chen H.X. Rapid capillary zone electrophoresis of recombinant erythropoietin by the use of dynamic double layer coating // Anal. Lett. 2020. V. 53. № 16. P. 2596.
  31. Zhou C., Deng J., Shi G., Zhou T. β-Сyclodextrin-ionic liquid polymer based dynamically coating for simultaneous determination of tetracyclines by capillary electrophoresis // Electrophoresis. 2017. V. 38. № 7. P. 1060.
  32. Al Azzam K.M. A novel and simple dynamic coating capillary electrophoresis method for the chiral separation and quantification of mitiglinide enantiomers using hydroxyethyl cellulose as a dynamic coating agent // Die Pharmazie – Int. J. Pharm. Sci. 2022. V. 77. № 3–4. P. 95.
  33. Jia Y., Cao J., Zhou J., Zhou P. Methyl chitosan coating for glycoform analysis of glycoproteins by capillary electrophoresis // Electrophoresis. 2020. V. 41. № 9. P. 729.
  34. Sepehrifar R., Boysen R.I., Danylec B., Yang Y., Saito K., Hearn M.T. Application of pH-responsive poly (2-dimethyl-aminoethylmethacrylate)-block-poly (acrylic acid) coatings for the open-tubular capillary electrochromatographic analysis of acidic and basic compounds // Anal. Chim. Acta. 2016. V. 917. P. 117.
  35. Ali N., Qiao J., Qi L. Preparation of pH-responsive block copolymers for separation of cephalosporin antibiotics by open-tubular capillary electrochromatography // J. Chromatogr. A. 2023. V. 1694. Article 463926.
  36. Sui Z., Schlenoff J.B. Controlling electroosmotic flow in microchannels with pH-responsive polyelectrolyte multilayers // Langmuir. 2003. V. 19. № 19. P. 7829.
  37. Liu J.X., Zhao M.Z., Deng Y., Tie C., Chen H.X., Zhou Y.L., Zhang X.X. The coating of smart pH-responsive polyelectrolyte brushes in capillary and its application in CE // Electrophoresis. 2013. V. 34. № 9-10. P. 1352.
  38. Fuguet E., Ràfol, C., Bosch E., Abraham M.H., Rosés M. Selectivity of single, mixed, and modified pseudostationary phases in electrokinetic chromatography // Electrophoresis. 2006. V. 27. № 10. P. 1900.
  39. Dzema D., Kartsova L., Emelianov G. Highly fluorinated polymers with sulfonate, sulfamide and N, N-diethylamino groups for the capillary electromigration separation of proteins and steroid hormones // J. Sep. Sci. 2017. V. 40. № 16. P. 3335.
  40. Fetin P.A., Lezov A.A., Fetina V.I., Kadnikov M.V., Tsvetkov N.V., Zorin I.M. Comb-like polyelectrolytes–New surfactants with controlled solubilization capacity // J. Mol. Liq. 2022. V. 357. Article 119085.
  41. Adamova A.A., Orlov M.S., Rakovskaya N.S., Fetin P.A., Kartsova L.A. New Comb-Like Polyelectrolytes in Capillary Electrophoresis // Chromatographia. 2024. V. 88. P. 1.
  42. Lämmerhofer M., Lindner W. Chiral stationary phases derived from Cinchona alkaloids / Chiral Separations and Stereochemical Elucidation: Fundamentals, Methods, and Applications. Hoboken, New Jersey, U.S.: John Wiley & Sons, Inc., 2023. P. 415.
  43. Zhou H., Chen J., Li H., Quan K., Zhang Y., Qiu H. Imidazolium ionic liquid-enhanced poly (quinine)-modified silica as a new multi-mode chromatographic stationary phase for separation of achiral and chiral compounds // Talanta. 2020. V. 211. Article 120743.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Химические структуры гомополимеров-модификаторов: pAUMP-Br – поли-11-акрилоилоксиундецил-N-метилпиперидиний бромид, pAUPy-Br – поли-11-акрилоилоксиундецилпиридиний бромид, pAUDABCO-Br – поли-11-акрилоилоксиундецил-1,4-диазобицикло[2.2.2]октан-1-ий бромид.

Скачать (62KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Химическая структура сополимера pAUMP-Br и модифицированной молекулы хинина (AQin).

Скачать (48KB)
Метаданные
4. Рис. 3. СЭМ-изображение внутренней поверхности кварцевого капилляра с покрытием pAUPy-Br.

Скачать (228KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Данные анализа смеси биогенных аминов в режиме капиллярной электрохроматографии. (а) капилляр без покрытия, (б) pAUMP-AQin. Условия: 210 нм, 10 мМ фосфатный буферный раствор с рН 4.2, ввод пробы 2 с 30 мбар, –20 кВ, 20°С. 1 – адреналин, 2 – метанефрин, 3 – норметанефрин, 4 – норадреналин, 5 – дофамин.

Скачать (127KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Данные анализа смеси стероидных гормонов в режиме капиллярной электрохроматографии. Стационарная фаза pAUDABCO-Br (а) без и (б) с введением pAUDABCO-Br в фоновый электролит. Условия: 242 нм, 10 мМ фосфатный буферный раствор с рН 4.2 + 1 мМ pAUDABCO-Br, ввод пробы 2 с 30 мбар, –25 кВ, 20°С. 1 – кортизон, 2 – кортизол, 3 – кортикостерон, 4 – 11-дезоксикортикостерон.

Скачать (128KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Данные косвенного детектирования, стационарная фаза pAUPy-Br. (а): анализ смеси аминокислот: 1 – аспарагиновая кислота, 2 – аспарагин, 3 – аланин, 4 – лизин; (б): анализ смеси веществ различной природы: 1* – янтарная кислота, 2* – аланин, 3* – кортизон, 4* – кортизол, 5* – кортикостерон, 6* – адреналин, 7* – норадреналин, 8* – лизин, 9* – дофамин. Условия: 220 нм, 10 мМ боратный буферный раствор с рН 9.2 + 5 мМ pAUPy-Br, ввод пробы 2 с 30 мбар, –20 кВ, 20°С.

Скачать (112KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Стэкинг катехоламинов 2 мкг/мл, стационарная фаза pAUMP-Br. (а): стандартный ввод пробы 2 с 30 мбар; (б): ввод пробы в условиях стэкинга 40 с 30 мбар. Условия: 210 нм, 10 мМ фосфатный буферный раствор с рН 4.2, –20 кВ, 20°С. 1 – адреналин, 2 – норметанефрин, 3 – норадреналин, 4 – дофамин.

Скачать (97KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Разделение энантиомеров триптофана, стационарная фаза pAUMP-AQin, добавка β-циклодекстрина в фоновый электролит 9 мМ. Условия: 280 нм, 10 мМ фосфатный буферный раствор с рН 4.2, ввод пробы 2 с 30 мбар, –20 кВ, 20°С.

Скачать (56KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025